مبانی نظری و پیشینه پژوهشی مطالعه و شناسایی سویه های باکتریایی تولیدکننده کوتیناز

با سحافایل در خدمت شما هستیم با «پیشینه پژوهشی و تحقیق و مبانی نظری مطالعه و شناسایی سویه های باکتریایی تولیدکننده کوتیناز» که بطور کامل و جامع به این مبحث پرداخته و نیاز شما را به هرگونه جستجوی بیشتری برطرف خواهد نمود.

فهرست محتوا

 فصل دوم  مروری بر کلیات و تحقیقات پیشین.

2- 1- کوتین.

2- 1- 1- جداسازی کوتین.

2- 1- 2- دپلیمریزاسیون کوتین.

2- 1- 3- مونومرهای تشکیل دهنده کوتین.

2- 3- آنزیم کوتیناز.

2- 3- 1- کلون و بیان کوتیناز.

2- 3- 2- ساختار کوتیناز.

2- 3- 3- عملکرد کوتیناز.

2- 3- 4- کاربردهای کوتیناز.

2- 3- 5- استفاده از کوتیناز به عنوان یک بیوکاتالیست در محیطهای غیرمعمول.

2- 3- 6- عملکرد کوتیناز در واکنشه­ای هیدرولیزی و سنتزی.

2- 3- 7- ترانس استریفیکاسیون.

2- 3- 8- پایداری کوتیناز.

2- 3- 9- فرایندهای در حال توسعه: بیوراکتور کوتیناز.

2- 3- 10- مکانیسم عمل کوتیناز.

2- 3- 11- مقایسه­ی آنزیم کوتیناز قارچی و باکتریایی

2- 4- نشانگرهای ژنتیکی

2- 5- نشانگرهای مورفولوژیکی

2- 6- نشانگرهای مولکولی

2- 7- نشانگرهای پروتئینی یا بیوشیمیایی

2- 8- نشانگرهای DNA

2- 8- 1- نشانگرهای DNA غیر مبتنی بر PCR

2- 8- 2- نشانگرهای مبتنی بر PCR

2- 9- نشانگرهای غیر اختصاصی

2- 9- 1- RAPD

2- 10- نشانگرهای اختصاصی

2- 10- 1- AFLP

2- 10- 2- SSR

2- 10- 3- RFLP-PCR

2- 10- 4- RFLP Based PCR با اتصال ناقص

 فصل سوم  مواد، تجهیزات و روش تحقیق

3- 1- استخراج کوتین

3- 2- نمونه برداری

3- 3- غربالگری و جداسازی گونه­های تولیدکننده آنزیم کوتیناز

3- 4- تهیه slant از سویه­های جدا شده

3- 5- نگهداری طولانی مدت سویه­ها

3- 6- تهیه گلیسرول

3- 7- تهیه محیط کشتLB

3- 8- Assay آنزیمی

3- 9- Assay ویژه آنزیمی

3- 10- استخراج DNA

3- 10- 1- استخراج DNA  به روش جوشاندن

3- 10- 2- استخراج DNA به رو ش CTAB

3- 10- 3- روش استخراج DNA با کیت

3- 11- اندازه­گیری کیفیت و غلظت DNA

3- 12- رنگ آميزي با اتيديوم برمايد

3- 13- واكنش زنجيره اي پليمراز Polymerase Chain Reaction

3- 14- راه اندازی واکنش PCR

3- 15- برنامهPCRبرای نشانگرRAPD

3- 16- توالی­یابی سویه­های تولیدکننده آنزیم کوتیناز با استفاده از 16S rDNA

3- 17- الکتروفورز محصولات واکنش PCR

فصل چهارم

4- 1- بررسی میزان کوتین در میوه­های مختلف..

4- 2- جداسازی سویه­ها

4- 3- بررسی فعالیت آنزیم کوتیناز در نمونه­ها

4- 4- نتایج بررسی کیفیت DNA بعد از استخراج

4- 5- تجزیه و تحلیل تنوع ژنتیکی 6 سویه بر اساس نشانگر مولکولی RAPD

4- 6- نتایج حاصل از تجزیه خوشه­ای بر اساس نشانگر RAPD

4- 7- تجزیه به مختصات اصلی

4- 8- نتایج تجزیه باندهای حاصل از 8 پرایمر RAPD

4- 9- ضریب همبستگی کوفنتیک

4- 10- شناسایی و توالی یابی سویه­ها با استفاده از 16S rDNA

 فصل پنجم

5- 1- استخراج کوتین

5- 2- سنجش فعالیت آنزیمی کوتیناز

5- 3- استخراج DNA

5- 4- تنوع ژنتیکی با استفاده از نشانگر RAPD

مروری بر کلیات و تحقیقات پیشین

اصولا براي‌ اينكه‌ يك‌ آفت گياهي‌ بتواند به‌ داخل‌ گياه‌ رخنه‌ كند بايستي‌ از سدهاي‌ دفاعي‌ مختلفي‌ عبور كند. اين‌ سدهاي ‌دفاعي‌ از مواد مختلفي‌ از قبيل‌ موم‌هاي‌ كوتيكولي‌، كوتين‌، مواد پكتيني‌، سلولز، همي‌ سلولز، ليگنين‌ و…  تشكيل‌ مي‌شوند. گروه­‌هاي‌ اصلي‌ مواد شيميايي‌ مترشحه‌ بوسيله‌ آفات، آنزيم­ها، مواد سمي‌، مواد كنترل‌ كننده رشد، پلي‌­ساكاريدها و آنتي‌ بيوتيك ها هستند. در بعضي‌ بيماري­ها مانند پوسيدگي‌هاي‌ آبكي‌، آنزيم ها به‌ مراتب‌ اهميت‌ بيشتري‌ دارند. احتمالا تمام‌ دستجات‌ آفات‌گياهي‌ به‌ استثناي‌ ويروس ها و ويروئيدها قادر به‌ ترشح‌ آنزيم ها، مواد كنترل‌ كننده‌ رشد، پلي‌ ساكاريدها و احتمالا مواد سمي‌ هستند. آنزيم­هاي‌ آفات‌ گياهي‌ اجزاي‌ ساختماني‌ سلول­هاي‌ ميزبان‌ را متلاشي‌ كرده، مواد غذايي‌ داخل‌ سلول ها را تجزيه‌ و يا مستقيما بر روي‌ پروتوپلاسم‌ تأثير گذاشته‌ و در نفوذ پذيري‌ و عمل‌ غشاها ايجاد اختلال‌ مي‌كنند.

1- 1- کوتین

کوتین تقریبا تمام بوم سازگان­ها دارای تنوع گسترده ای از باکتری­ها، ویروس­ها، قارچ­ها، نماتودها، کرم ها، حشرات، پستانداران و سایر جانوران علفخوار هستند. گیاهان به خاطر بافت خود قادر نیستند به سادگی از این گیاهخواران و عوامل بیماری­زا دوری کنند بلکه باید از راه­های دیگری از خویش حفاظت نمایند.  یکی از این راهها ایجاد لایه کوتین در سطح گیاه است. کوتین دربرابر نفوذ باکتری­ها و قارچ­ها سدهایی را ایجاد می­کند .

همه­ی بخش­های گیاه که در معرض هوا هستند  با لایه ای از مواد چرب پوشیده شده­اند که موجب کاهش اتلاف آب شده و در ممانعت از ورود قارچ­ها و باکتری­های بیماری­زا به گیاه کمک می­کند. اجزاء اصلی این پوشش­ها کوتین، سوبرین و موم­ها هستند . کوتین روی اکثر بخش­های هوایی و سوبرین روی بخش­های زیرزمینی، ساقه­های چوبی و زخم­های التیام یافته وجود دارد. موم­ها با هر دو ماده سوبرین و کوتین همراه هستند .

موم­ها ماکرومولکول نیستند اما مخلوط پیچیده­ای از آسیل لیپیدهای بلند زنجیر هستند که خاصیت آبگریزی شدیدی دارند. عمده­ترین اجزاء موم­ها آلکان­ها و الکل­های زنجیره­ای بدون انشعاب 25 تا 35 کربنی هستند (شکل2-1). زنجیره­های بلند آلدئیدی، کتونی، استری و اسیدهای چرب آزاد نیز در آن یافت می­شوند. موم پوستک به وسیله­ی یاخته­های روپوستی سنتز می­گردد. موم­ها با عبور از منافذ دیواره اسکلتی به وسیله سازوکارهای نامعلومی یاخته­های روپوستی را به صورت ریز قطره­هایی ترک می­نمایند. پوشش فوقانی موم پوستک اغلب به صورت الگوی پیچیده­ای از میله­ها، لوله­ها، یا صفحات متبلور دیده می­شوند.

کوتین، سوبرین و موم­های همراه آنها سدی را بین گیاه و محیط آن تشکیل می­دهند که وظیفه آن حفظ آب در درون و حفاظت گیاه در برابر عوامل بیماری­زا در بیرون است. پوستک در کاهش تلفات آب از اندام­های هوایی گیاه بسیار موثر است اما به طور کامل مانع از تعرق نمی­گردد زیرا حتی با بسته شدن روزنه­ها مقداری آب از دست می­رود. ضخامت پوستک با شرایط محیطی تغییر می­کند. گونه­های گیاهی مناطق خشک نسبت به زیستگاه­های مرطوب دارای پوستک ضخیم­تری هستند، البته گیاهان زیستگاه­های مرطوب وقتی در شرایط خشک رشد می­کنند غالبا ضخامت پوستک خود را افزایش می­دهند.

پوستک و بافت­های سوبرینی شده هر دو در ممانعت از ورود قارچ­ها و باکتری­ها مهم هستند.گرچه آنها در مقاومت به عوامل بیماری­زا اهمیت زیادی ندارند. بسیاری از قارچ­ها با روش­های مکانیکی و مستقیما از سطح گیاه نفوذ می­کنند. قارچ­های دیگر کوتیناز تولید نمی­کنند، آنزیمی که کوتین را هیدرولیز و بنابراین ورود به گیاه را تسهیل می­کند.

پوشش بیرونی از موجودات زنده شامل پلیمری ضد آب است از چربی های غیر قطبی که در مجموع واکس نامیده می شود. کیتین به عنوان  جزء ساختاری در حیوانات عمل می کند در حالی که کوتین به عنوان یک جزء ساختاری از پوشش بیرونی (کوتیکول) بیشتر گیاهان عمل می کند. کوتیکول یک مانع در برابر خشکی است.

مطالعات در مورد کوتیکول گیاهان از قرن نوزدهم آغازشده است. اصطلاح کوتین از کوتوس گرفته شده است، این اصطلاح برای توصیف ماده ای که بخشی از اپیدرم برگ را تشکیل داده است و در برابر اسیدهای قوی مقاوم بود استفاده شده است.

کوتین جزء ساختاری کوتیکول گیاهان عالی را تشکیل می دهد. حتی گیاهان عالی که در زیر آب زندگی میکنند مانند چمن دریا^، زئوسترا مارینا دارای کوتین هستند که از همان نوع مونومرهایی که در گیاهان خشکی یافت می شود تشکیل شده است. شواهدی وجود دارد که نشان می دهد کوتیکول در گیاهان پست از قبیل خزه، lycopods، سرخس و liverworts وجود دارد. پوستک متشکل از یک لایه بیرونی موم، یک لایه ضخیم میانی از کوتین موم اندود (پوستک واقعی) و یک لایه زیرین ساخته شده از کوتین و موم مخلوط با مواد پکتینی، سلولزی و کربوهیدرات­های دیواره اسکلتی است. پژوهش­های اخیر پیشنهاد می­نماید که پوستک علاوه بر کوتین دارای نوع دومی از لیپیدی چرب نیز هست که از هیدروکربن­های بلند زنجیر به نام کوتان ساخته شده است

cutose

sea grass

Zoestra marina

 

منابع

Carvalho, C.M., M.R. Aires-Barros, and J. Cabral, Cutinase structure, function and biocatalytic applications, Electronic Journal of Biotechnology,Vol. 1, No. 3, pp. 28-29, 1998.

Heredia, A., Biophysical and biochemical characteristics of cutin, a plant barrier biopolymer, Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-General Subjects, Vol. 1620, No.1, pp. 1-7, 2003.

Martin, J.T. and B.E. Juniper, The cuticles of plants, The cuticles of plants, 1970.

Degani, O., et al., Synthesis and characterization of a new cutinase substrate, 4-nitrophenyl (16-methyl sulfone ester) hexadecanoate, Journal of biotechnology, Vol. 121, No. 3, pp. 346-350, 2006.

Taiz, L. and E. Zeiger, Plant physiology, Sunderland, MA: Sinauer Associates, 2010.

Nawrath, C., Unraveling the complex network of cuticular structure and function, Current opinion in plant biology, Vol. 9, No. 3, pp. 281-287, 2006.

Schrag, J.D. and M. Cygler, Lipases and alpha/beta hydrolase fold, Methods in enzymology,Vol. 284, pp. 85-107, 1996.

Taiz, L. and E. Zeiger, Plant physiology, Sunderland: Sinauer Associates, 690p, 2002.

Walton, T.J., Waxes, cutin and suberin, Methods in plant biochemistry, Vol. 4, No. 11, pp. 5-158,1990.

Kolattukudy, P., Biosynthetic pathways of cutin and waxes, and their sensitivity to environmental stresses, Plant cuticles: an integrated functional approach. BIOS Scientific Publishers Ltd.: Oxford, UK, pp. 83-108, 1996.

Carvalho, C.M., M.R. Aires‐Barros, and J. Cabral, Cutinase: from molecular level to bioprocess development, Biotechnology and bioengineering, Vol. 66, No. 1, pp. 17-34,1999.

Kolattukudy, P.E., Cutin from plants, Biopolymers Online, 2005.

Purdy, R. and P. Kolattukudy, Hydrolysis of plant cuticle by plant pathogens. Purification, amino acid composition, and molecular weight of two isoenzymes of cutinase and a nonspecific esterase from Fusarium solani f. pisi, Biochemistry, Vol. 14, No. 13, pp. 2824-2831, 1975.

Sunbul, M. and J. Yin, Site specific protein labeling by enzymatic posttranslational modification, Organic & biomolecular chemistry, Vol. 7, No. 17, pp. 3361-3371, 2009.

LIN, T.S. and P. Kolattukudy, Structural studies on cutinase, a glycoprotein containing novel amino acids and glucuronic acid amide at the N terminus, European Journal of Biochemistry, Vol. 106, No. 2, pp. 341-351, 1980.

Kolattukudy, P., R. Purdy, and I. Maiti, Cutinases from fungi and pollen, Methods in enzymology, 1981.

Dantzig, A.H., S.H. Zuckerman, and M.M. Andonov-Roland, Isolation of a Fusarium solani mutant reduced in cutinase activity and virulence, Journal of bacteriology, Vol. 168,No. 2, pp. 911-916, 1986.

Sebastian, J., A. Chandra, and P. Kolattukudy, Discovery of a cutinase-producing Pseudomonas sp. cohabiting with an apparently nitrogen-fixing Corynebacterium sp. in the phyllosphere, Journal of bacteriology, Vol. 169, No 1, pp. 131-136, 1987.

Tenhaken, R., et al., Characterization and cloning of cutinase from Ascochyta rabiei, Zeitschrift fur Naturforschung. C, Journal of biosciences, Vol. 52, No. 3-4, pp. 197-208, 1996.

Van der Vlugt-Bergmans, C., C. Wagemakers, and J. Van Kan, Cloning and expression of the cutinase A gene of Botrytis cinerea, Molecular plant-microbe interactions, Vol. 10, No. 1, pp. 21-29, 1997.

Van Kan, J., et al., Cutinase A of Botrytis cinerea is expressed, but not essential, during penetration of gerbera and tomato, Molecular Plant-Microbe Interactions, Vol. 10, No 1, pp. 30-38, 1997.

Francis, S., F. Dewey, and S. Gurr, The role of cutinase in germling development and infection by Erysiphe graminis f. sp. hordei, Physiological and Molecular Plant Pathology, Vol. 49,No. 3, pp. 201-211,1996.

Crowhurst, R.N., et al., Effect of disruption of a cutinase gene (cutA) on virulence and tissue specificity of Fusarium solani f. sp. cucurbitae race 2 toward Cucurbita maxima and C. moschata, Molecular plant-microbe interactions, Vol 10, No. 3, pp. 355-368, 1997.

Murphy, C.A., et al., Fusarium polycaprolactone depolymerase is cutinase, Applied and environmental microbiology, Vol. 62, No. 2, pp. 456-460, 1996.

Kämper, J., et al., Identification of regulatory elements in the cutinase promoter from Fusarium solani f. sp. pisi (Nectria haematococca), Journal of Biological Chemistry, 1994. Vol. 269, No. 12, pp. 9195-9204, 1994.

Li, D. and P.E. Kolattukudy, Cloning of cutinase transcription factor 1, a transactivating protein containing Cys6Zn2 binuclear cluster DNA-binding motif, Journal of Biological Chemistry,Vol. 272, No. 19, pp. 12462-12467, 1997.

Ettinger, W.F., S.K. Thukral, and P.E. Kolattukudy, Structure of cutinase gene, cDNA, and the derived amino acid sequence from phytopathogenic fungi, Biochemistry, Vol. 26, No. 24, pp. 7883-7892, 1987.

Soliday, C., et al., Cloning and structure determination of cDNA for cutinase, an enzyme involved in fungal penetration of plants. Proceedings of the National Academy of Sciences, Vol. 81, No. 13, pp. 3939-3943, 1984.

Soliday, C., M. Dickman, and P. Kolattukudy, Structure of the cutinase gene and detection of promoter activity in the 5′-flanking region by fungal transformation, Journal of bacteriology, Vol. 171, No. 4, pp. 1942-1951, 1989.

Lauwereys, M., et al., Cloning, expression and characterization of cutinase, a fungal lipolytic enzyme, Lipases-Structure, function and genetic engineering, L. Alberghina, RD Schmid and R. Verger, VCH Weinheim, pp. 243-251,1991.

Sagt, C. and C. Verrips, Secretion of wild-type and mutant cutinases by Saccharomyces cerevisiae, Yeast, Vol. 11, pp. 594, 1995.

Longhi, S., et al., Dynamics of Fusarium solani cutinase investigated through structural comparison among different crystal forms of its variants, Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics, Vol. 26, No. 4, pp. 442-458, 1996.

Lopes, T.S., et al., High-copy-number integration into the ribosomal DNA of Saccharomyces cerevisiae: a new vector for high-level expression, Gene, Vol. 79, No. 2, pp. 199-206, 1989.

van Gemeren, I.A., et al., Construction and heterologous expression of a synthetic copy of the cutinase cDNA from Fusarium solani pisi, Journal of biotechnology, Vol. 40, No. 3, pp. 155-162, 1995.

Sagt, C., et al., Impaired Secretion of a Hydrophobic Cutinase bySaccharomyces cerevisiae Correlates with an Increased Association with Immunoglobulin Heavy-Chain Binding Protein (BiP), Applied and environmental microbiology, Vol. 64, No. 1, pp. 316-324, 1998.

Van Gemeren, I., et al., The effect of pre-and pro-sequences and multicopy integration on heterologous expression of the Fusarium solani pisi cutinase gene in Aspergillus awamori, Applied microbiology and biotechnology, Vol. 45, No. 6, pp. 755-763, 1996.

Schrag, J.D. and M. Cygler, Lipases and alpha/beta hydrolase fold, Methods in enzymology, Vol. 284, pp. 85, 1997.

Martinez, C., et al., Fusarium solani cutinase is a lipolytic enzyme with a catalytic serine accessible to solvent, 1992.

Jelsch, C., S. Longhi, and C. Cambillau, Packing forces in nine crystal forms of cutinase, Proteins Structure Function and Genetics, Vol. 31, No. 3, pp. 320-333, 1998.

Longhi, S., et al., Atomic resolution (1.0 Å) crystal structure of Fusarium solani cutinase: stereochemical analysis, Journal of molecular biology, Vol. 268, No. 4, pp. 779-799, 1997.

Abergel, C., et al., Crystallization and preliminary X-ray study of a recombinant cutinase from Fusarium solani pisi, Journal of molecular biology, Vol. 215, No. 2, pp. 215-216, 1990.

Soliday, C. and P. Kolattukudy, Primary structure of the active site region of fungal cutinase, an enzyme involved in phytopathogenesis, Biochemical and biophysical research communications, Vol. 114,No. 3, pp. 1017-1022, 1983.

Martinez, C., et al., Engineering cysteine mutants to obtain crystallographic phases with a cutinase from Fusarium solani pisi, Protein engineering, Vol. 6, No. 2, pp. 157-165, 1993.

Martinez, C., et al., Cutinase, a lipolytic enzyme with a preformed oxyanion hole, Biochemistry, Vol. 33, No. 1, pp. 83-89, 1994.

Egmond, M.R. and C.J. van Bemmel, Impact of structural information on understanding lipolytic function, Methods in enzymology, Vol. 284, pp. 119-129, 1996.

Prompers, J.J., et al., Backbone dynamics of Fusarium solani pisi cutinase probed by nuclear magnetic resonance: the lack of interfacial activation revisited, Biochemistry, Vol. 38, No. 17, pp. 5315-5327, 1999.

Nicolas, A., et al., Contribution of cutinase serine 42 side chain to the stabilization of the oxyanion transition state, Biochemistry, Vol. 35, No. 2, pp. 398-410, 1996.

Cygler, M. and J.D. Schrag, Structure as basis for understanding interfacial properties of lipases, Methods in enzymology, Vol. 284, pp. 3-27, 1997.

Prompers, J.J., et al., NMR studies of Fusarium solani pisi cutinase in complex with phosphonate inhibitors, Biochemistry, Vol. 38, No. 19, pp. 5982-5994, 1999.

Pinho Melo, E., et al., Thermal unfolding of proteins at high pH range studied by UV absorbance, Journal of biochemical and biophysical methods, Vol. 34, No. 1, pp. 45-59, 1997.

Okkels, J., Preparing polypeptide variants with improved functional properties, US patent, pp. 97-09664, 1997.

Okkels, J., et al., New lipolytic enzyme with high capacity to remove lard in one wash cycle, US patent, pp. 97-05735, 1997.

Prange, T., et al., Exploring hydrophobic sites in proteins with xenon or krypton, Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics, Vol. 30, No. 1, pp. 61-73, 1998.

Rogalska, E., et al., Lipase stereoselectivity and regioselectivity toward three isomers of dicaprin: a kinetic study by the monomolecular film technique, Chirality, Vol. 7, No. 7, pp. 505-515, 1995.

Mannesse, M.L., et al., Cutinase from Fusarium solani pisi hydrolyzing triglyceride analogs. Effect of acyl chain length and position in the substrate molecule on activity and enantioselectivity, Biochemistry, Vol. 34, No. 19, pp. 6400-6407, 1995.

Gerard, C.H., et al., Evaluation of cutinase activity of various industrial lipases, Biotechnology and applied biochemistry, Vol. 17, No. 2, pp. 181-189, 1993.

Liu, Z., et al., Structural and functional studies of Aspergillus oryzae cutinase: enhanced thermostability and hydrolytic activity of synthetic ester and polyester degradation, Journal of the American Chemical Society, Vol. 131, No. 43, pp. 15711-15716, 2009.

Flipsen, J., et al., Mechanism of removal of immobilized triacylglycerol by lipolytic enzymes in a sequential laundry wash process, Enzyme and microbial technology, Vol. 23, No. 3, pp. 274-280, 1998.

Flipsen, J., et al., Action of cutinase at the triolein-water interface. Characterisation of interfacial effects during lipid hydrolysis using the oil-drop tensiometer as a tool to study lipase kinetics, Chemistry and physics of lipids, Vol. 84, No. 2, pp. 105-115, 1996.

Gonçalves, A., J. Cabral, and M. Aires-Barros, Immobilization of a recombinant cutinase by entrapment and by covalent binding, Applied biochemistry and biotechnology, Vol. 60, No. 3, pp. 217-228, 1996.

Gonçalves, A., et al., Stability studies of a recombinant cutinase immobilized to dextran and derivatized silica supports, Enzyme and microbial technology, Vol. 24, No. 1, pp. 60-66, 1999.

Zoungrana, T., G.H. Findenegg, and W. Norde, Structure, stability, and activity of adsorbed enzymes, Journal of colloid and interface science, Vol. 190, No. 2, pp. 437-448, 1997.

Sereti, V., H. Stamatis, and F. Kolisis, Improved stability and reactivity of Fusarium solani cutinase in supercritical CO2, Biotechnology techniques, Vol. 11, No. 9, pp. 661-665, 1997.

Lamare, S. and M.D. Legoy, Working at controlled water activity in a continuous process: the gas/solid system as a solution, Biotechnology and bioengineering, Vol. 45, No. 5, pp. 387-397, 1995.

Lamare, S., R. Lortie, and M.D. Legoy, Kinetic studies of Fusarium solani pisi cutinase used in a gas/solid system: transesterification and hydrolysis reactions, Biotechnology and bioengineering, Vol. 56, No. 1, pp. 1-8, 1997.

Parvaresh, F., et al., Gas phase transesterification reactions catalyzed by lipolytic enzymes, Biotechnology and bioengineering, Vol. 39, No. 4, pp. 467-473, 1992.

Fontes, N., et al., Cutinase activity and enantioselectivity in supercritical fluids. Industrial & engineering chemistry research, Vol. 37, No. 8, pp. 3189-3194, 1998.

Serralha, F., et al., Zeolites as supports for an enzymatic alcoholysis reaction, Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, Vol. 4, No. 5, pp. 303-311, 1998.

Melo, E., M. Airesbarros, and J. Cabral, Triglyceride hydrolysis and stability of a recombinant cutinase fromFusarium solani in AOT-iso-octane reversed micelles, Applied biochemistry and biotechnology, Vol. 50, No. 1, pp. 45-56, 1995.

Cunnah, P., M. Aires-Barros, and J. Cabral, Esterification and transesterification catalysed by cutinase in reverse micelles of CTAB for the synthesis of short chain esters, Biocatalysis and Biotransformation, Vol. 14, No. 2, pp. 125-146, 1996.

Pinto-Sousa, A., J. Cabral, and M. Aires-Barros, Ester synthesis by a recombinant cutinase in reversed micelles of a natural phospholipid, Biocatalysis and Biotransformation, Vol. 9, No. 1-4, pp. 169-179, 1994.

Papadimitriou, V., et al., EPR Studies of Cutinase in Microemulsionsa, Annals of the New York Academy of Sciences, Vol. 799, No. 1, pp. 275-280, 1996.

Sebastião, M., J. Cabral, and M. Aires‐Barros, Synthesis of fatty acid esters by a recombinant cutinase in reversed micelles, Biotechnology and bioengineering, Vol. 42, No. 3, pp. 326-332, 1993.

Sarazin, C., et al., NMR on‐line monitoring of esterification catalyzed by cutinase, Biotechnology and bioengineering, Vol. 51, No. 6, pp. 636-644, 1996.

Papadimitriou, V., et al., Structural and catalytic aspects of cutinase in w/o microemulsions, Colloid and Polymer Science, Vol. 275, No. 7, pp. 609-616, 1997.

Carvalho, C., et al., Application of factorial design to the study of transesterification reactions using cutinase in AOT-reversed micelles, Enzyme and microbial technology, Vol. 21, No. 2, pp. 117-123, 1997.

Pocalyko, D.J. and M. Tallman, Effects of amphipaths on the activity and stability of Fusarium solani pisi cutinase, Enzyme and microbial technology, Vol. 22, No. 7, pp. 647-651, 1998.

Melo, E.P., S. Costa, and J. Cabral, Denaturation of a Recombinant Cutinase from Fusarium solani in AOT‐iso‐Octane Reverse Micelles: a Steady‐State Fluorescence Study, Photochemistry and photobiology, Vol.63, No. 2, pp. 169-175, 1996.

Melo, E., et al., Deactivation and conformational changes of cutinase in reverse micelles, Biotechnology and bioengineering, Vol. 58, No. 4, pp. 380-386, 1998.

Speranza, P., P. de Oliveira Carvalho, and G.A. Macedo, Effects of different solid state fermentation substrate on biochemical properties of cutinase from Fusarium sp., Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, Vol. 72, No. 3, pp. 181-186, 2011.

81. فارسی and باقری, اصول اصلاح نباتات، 2007.

82. فارسی, باقری, and عبدالرضا, اصول اصلاح نباتات، 2007.

Trail, F. and W. Köller, Diversity of cutinases from plant pathogenic fungi: Purification and characterization of two cutinases from Alternaria brassicicola, Physiological and molecular plant pathology, Vol. 42, No. 3, pp. 205-220, 1993.

Calado, C.R., et al., Effect of pre-fermentation on the production of cutinase by a recombinant Saccharomyces cerevisiae, Journal of bioscience and bioengineering, Vol. 93, No. 4, pp. 354-359, 2002.

Fett, W., et al., Screening of nonfilamentous bacteria for production of cutin-degrading enzymes, Applied and environmental microbiology, Vol. 58, No. 7, pp. 2123-2130, 1992.